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3.6实验动物的取血与处死方法

3.6实验动物的取血与处死方法
3.6.1实验动物的采（取）血方法
血液常被比喻为观察内环境的窗口，在需要检测内环境变化的生理实验中常需要采取血液样本。
因实验动物解剖结构和体型大小差异，及所需血量的不同，取血方法不尽相同。
(1)兔
①耳中央动脉取血乙醇涂擦耳中央动脉部位，使其充分扩张，用注射器刺入耳中央动脉抽取动
脉血样，一次性取血时也可用刀片切一小口，让血液自然流出，收取血样；取血后用棉球压迫局
部，予以止血。
②股动脉取血将家兔仰卧位固定。术者左手以动脉搏动为标志，确定穿刺部位，右手将注射器
针头刺入股动脉，如流出血为鲜红色，表示穿刺成功，应迅速抽血，拔出针头，压迫止血。
③耳缘静脉取血耳缘静脉可供采取少量静脉血样，方法与前述耳缘静脉注射给药相似。
④心脏穿刺取血将家兔仰卧位固定，剪去心前区被毛，用碘酒消毒皮肤。术者用装有7号针头
的注射器，在胸骨左缘第三肋间或在心跳搏动最显著部位刺入心脏，刺入心脏后血液一般可自动
流入注射器，或者边刺入边抽吸，直至抽出血液。抽血后迅速拔出针头。心脏取血可获得较大量
的血样。
[注]：如需要抗凝血样时，应事先在注射器或毛细管内加入适量抗凝剂，如枸橼酸钠或肝素，将
它门均匀浸润注射器或毛细管内壁，然后烘干备用。
(2)大白鼠和小白鼠
①断尾取血固定动物，露出尾部，用二甲苯擦拭尾部皮肤或将鼠尾浸于45~50℃的热水中数
分钟，使其血管充分扩张，然后擦干，剪去尾尖数毫米，让血自行流出，也可从尾根向尾尖轻轻
挤压，促进血液流出，同时收集血样，取血后用棉球压迫止血。该方法取血量较少(图3.6-1)。

②眼球后静脉丛取血术者用左手抓持动物，拇指、中指从背侧稍用力捏住头颈部皮肤，阻断静
脉回流，食指压迫动物头部以固定，右手将一特制的毛细吸管(45o)自内眦部(眼睑和眼球之间)
插入，并沿眼眶壁向眼底方向旋转插进，直至有静脉血自动流入毛细吸管，取到需要的血样后，
拔出吸管(图3.6-2)。
③心脏取血适用于取血量较大时，方法与家兔心脏取血相同，但所用针头可稍短。
(3)狗一般采用前肢头静脉取血，方法同静脉注射给药。
(4)家禽可采用切断颈总动脉和颈静脉一次性取血,或从翼下肱静脉、蹼间静脉取血。
(5)鱼类取血①断尾取血将鱼身体表面的水揩干,并用抹布包裹露出尾柄,于臀鳍后尾柄中央用
粗剪刀将尾柄剪断,将血接入表面皿内。采血时要防止将鱼捏得过紧，阻碍血液的流动，必要时
可对鱼体进行按摸促进血液流动。此法取血有时可能会混入组织液，影响血液的质量。
②尾部血管取血将鱼用湿布包住，侧卧于木板上，在鱼尾部（腹鳍和尾鳍之间）侧线下方用手
去除少许鳞片，将注射器在侧线下方1～2cm处垂直插入肌肉，碰到脊椎骨后，稍往下方移动，
插入尾静脉内，轻轻抽取注射器，让血在负压作用下自然流入注射器内。
另一种对小型鱼尾部采血的方法是在臀鳍后方将注射器垂直插入尾柄,当感觉到针头碰及脊椎时,
将注射器稍向后退,并抽吸注射器会有血液进入注射器。若插入鱼的尾动脉，则得鲜红的动脉血，
若插入尾静脉则获得暗红的静脉血。
湿布包鱼时仅将身体部位包住，不要包到鳃，以免影响鱼呼吸；如一时抽不出血可轻轻转动注射
器，直至血被抽出为止。
③鳃动脉取血对于鳃腔较大的鱼类可在进行鳃动脉取血。将鳃盖打开，用玻棒或钝性棒压迫鳃
动脉的远心端，使鳃动脉弩胀（靠近颅腔侧，也可不进行此步），持注射器刺入鳃动脉缓慢抽取，
可得到十多ml的血液。
④血管插管取血插管方法详见3.7.4,此方法可在慢性实验中反复取血。
3.6.2实验动物的处死方法
(1)颈椎脱臼法颈椎脱臼常用于小白鼠，术者左手持镊子或用拇指、食指固定鼠头后部，右手
捏住鼠尾，用力向后上方牵拉，听到鼠颈部喀嚓声即颈椎脱位、脊髓断裂，鼠瞬间死亡。
(2)断头、毁脑法断头、毁脑常用于蛙类。可用剪刀剪去头部，或用金属探针经枕骨大孔破坏
脑和脊髓而致死。大鼠和小鼠也可用断头法处死，术者需戴手套，两手分别抓住鼠头与鼠身，拉
紧并暴露颈部，由助手持剪刀，从颈部剪断鼠头。
(3)空气拴塞法术者用50~100ml注射器，向静脉血管迅速注入空气，气体栓塞血管而使动
物死亡。使猫与家兔致死的空气量为10~20m1，狗为70~150m1。
(4)放血法①鼠可用摘除眼球，从眼眶动静脉大量放血而致死。
②家兔和猫可在麻醉状态下切开颈部，分离出颈总动脉，用止血钳或动脉夹夹闭两端，在其中间
剪断血管后，缓慢打开止血钳或动脉夹，轻压胸部可迅速放出大量血液，动物立即死亡。
③狗在麻醉状态下，可横向切开股三角区，切断股动静脉，血液喷出，同时用自来水冲洗出血部
位，防止血液凝固，几分钟后动物死亡。