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DNA的琼脂糖凝胶电泳
自1937年瑞典的Tiselius创造纸电泳以来，人们又创造了许多新的支持电泳的介质，其中较为常见的是琼脂糖及聚丙烯酰胺。普通琼脂糖凝胶制胶容易，能分离的核酸片段长度范围广（0.2-50kb）,可以区分相差约100bp的DNA片段；聚丙烯酰胺凝胶电泳的分辨率（5bp）要高于琼脂糖，但它能分离的核酸分子通常<1kb，且制胶等的操作远比制备琼脂糖凝胶来得麻烦。当DNA分子相当大，其双螺旋的半径超出凝胶的孔径时，如果还用普通琼脂糖凝胶电泳进行分离，则DNA可能跑不出胶孔。在这种情况下，应选用脉冲凝胶电泳。脉冲凝胶电泳可以区分相差几百kb的DNA片段。
在本节中，我们主要介绍DNA的琼脂糖凝胶电泳。用于分离RNA的琼脂糖凝胶电泳，在胶的制备及所使用的缓冲液等方面与DNA有所不同，请参见相关的章节。
琼脂糖是从海藻中提取的线状多聚物。加热到90ºC左右，琼脂糖即可熔化形成清亮透明的液体，浇在模板上冷却后固化形成凝胶，其凝固点为40-45ºC。琼脂糖凝胶电泳是利用DNA分子在泳动时的电荷效应和分子筛效应达到分离DNA混合物的目的。DNA分子在碱性条件下（pH8.0-8.3），碱基几乎不解离，而链上的磷酸基团解离，所以整个DNA分子带负电，在电场中向阳极移动。在一定的电场强度下，DNA分子迁移速度取决于分子本身的大小和构型，DNA分子的迁移速度与其相对分子量成反比。不同的核酸分子的电荷密度大致相同，因此对泳动速度影响不大。在碱性条件下，单链DNA与等长的双链DNA的泳动率大致相同。
电泳装置
琼脂糖凝胶电泳现大多使用水平电泳槽。较之早先的垂直电泳槽，水平电泳槽在凝胶的制备上比较灵活，且可使用低浓度的凝胶。由于水平电泳槽的两极是相通的，这样正负极的缓冲液也不会因为电泳时间久了而产生太大的差异。
电泳缓冲液
在电泳的过程中，H2O被解离，在阳极产生H+,而在阴极产生OH-，即阴极逐渐变碱而阳极逐渐变酸。因此，当带电荷的分子通过支持物介质时，需要使用缓冲液以维持电泳所需的pH值。核酸电泳最常采用的缓冲液有TAE（Tris，AceticacidandEDTA）、TBE(Tris,BoricacidandEDTA)两种。由于这些缓冲液的pH是碱性的，这就使得整条DNA链上的磷酸骨架的净电荷为负，从而在电泳时能向正极泳动。
TAE是最常用的电泳缓冲液。但TAE的缓冲能力弱，在长时间的电泳中缓冲能力逐渐丧失，因此长时间电泳时需循环或更换缓冲液。而TBE的缓冲能力较强，长时间电泳时不需要更换或循环。
这两种缓冲液的配法如下：

TAE（50×母液）TBE（5×母液）242.0gTris碱54.0Tris碱57.1ml冰醋酸27.5g硼酸18.61gNa2EDTA·2H2O3.72gNa2EDTA·2H2O用蒸馏水定容至1升用蒸馏水定容至1升
当DNA短于12kb且不需要回收时，用1×TAE或TBE（0.5×或1×）进行电泳均可。如果片段较大，则最好使用TAE为缓冲液，同时将电压调低（1-2V/cm）。这样可减少DNA形成弥散带的机率。TBE则适用于分离<1kb的小片段。
电泳时，不论使用哪种缓冲液，只要液面高出水平胶面3-5mm即可。缓冲液太少，则可能使胶在电泳的过程中变干；太多，则会减弱DNA移动的速度，使带变形，还会产生大量的热。
选择合适的凝胶浓度
不同浓度的琼脂糖凝胶形成的分子筛孔径大小不同。因此需要根据分离的需要，选择适当浓度的凝胶（表1）

表1分离不同大小DNA片段的合适琼脂糖凝胶浓度（摘自：李德葆等，1994）

琼脂糖浓度（%，W/V）分离DNA片段的有效范围（kb）0.51-300.70.8-121.00.5-101.20.4-71.50.2-3琼脂糖凝胶中DNA的检测
核酸电泳中常用的染色剂是溴化乙锭（ethidiumbromide，EB）。用EB染色可以检测到1-5ng双链DNA/带。此外也可用SYBRGreenI或II染色。这两种染色剂的灵敏度较EB高，SYBRGreenI及II分别为60pg双链DNA/带及5ng双链DNA/带。
EB亦可用于检测单链DNA，只是与单链DNA的结合能力稍为弱些。
EB可以嵌入碱基之间，从而增加荧光强度。EB与DNA的复合物可以用紫外线检测。不同波长的紫外线能为DNA或EB吸收，被吸收的能量再转化为波长590nm的可见光的发射出来。
通常用水将EB配制成10mg/ml的贮存液。EB见光分解，所以应在避光条件下保存。可以保存在棕色的或外头包裹有铝铂的小瓶中。要获得较好的观察效果，最好是在电泳结束后用EB对琼脂糖凝胶进行染色。其方法是在电泳结束后，将胶（制备胶时不加EB）取出，浸泡在浓度为0.5μg/ml的EB溶液中（此溶液可用蒸馏水，也可用电泳缓冲液配制），于室温下染色20mi